Инфузория туфелька чем опасна
Инфузория-туфелька: чем питается, как передвигается и размножается, сколько живёт простейшее
Инфузория-туфелька известна ещё со школьных уроков биологии. Это один из видов ресничных одноклеточных организмов, который не относится к царству животных, растений или грибов, а входит в промежуточную группу протистов. Обитает существо в пресной воде, а интересное название оно получило за постоянную форму тела, подобную отпечатку подошвы туфли.
Инфузория туфелька – ресничный одноклеточный организм, который входит в промежуточную группу протистов
Научная классификация
Вид инфузорий относится к надцарству эукариотов, то есть организмов, обладающих ядром. Им соответствует тип ресничных, класс Oligohymenophorea и род парамеций. Особенностью представителей этого ранга является предпочтение кислыми условиями среды.
Исследователи в своё время затратили множество усилий на расшифровку генома некоторых видов, относящихся к парамециям. Оказалось, что он содержит 40 000 генов, кодирующих белки, тогда как у человека их всего около 28 000. Увеличение количества генов произошло в результате нескольких дупликаций первоначального генома. Способ кодирования последовательности аминокислотных остатков у инфузорий уникален наличием единичного, а не тройственного, как в универсальном генетическом коде, кодона, который завершает синтез полипептидной цепи.
Общее описание
Оптимальная среда обитания для организма — пресная стоячая вода, в которой есть разлагающиеся органические соединения. В частности, этим условиям соответствует домашний аквариум, в пробе илистой воды которого часто обнаруживаются простейшие.
Среда обитания инфузории туфельки – стоячая вода
Рассмотреть инфузорию можно только под микроскопом, так как её размер не превышает 0,1−0,3 мм. Почти на 7% клетка состоит из сухого вещества, химический состав которого представлен следующими компонентами:
Тело инфузории-туфельки покрыто плотным слоем цитоплазмы, под наружной мембраной которой расположены такие элементы цитоскелета, как альвеолы и микротрубочки. Организм состоит из следующих элементов:
Каждый органоид выполняет важные функции.
Ядро и ядрышко
У инфузории есть два ядра, каждое из которых имеет своё строение и функции. Малое обладает округлой формой, содержит в себе наследственный материал. С его генома плохо считываются матричные РНК, поэтому наследственная информация не преобразуется в белок или иной функциональный продукт, и экспрессия генов отсутствует. В случае разрушения ядрышка жизнь туфельки продолжается, но она будет только размножаться бесполым путём, половой процесс будет невозможен.
Созревание большого ядра бобовидной формы приводит к сложным перестройкам в наследственном материале. С его генов считываются все мРНК, поэтому именно от него зависит синтез белков. Разрушает ядро половой процесс, но по его окончании макронуклеус снова восстанавливается.
Реснички и трихоцисты
Ресничек у маленькой клетки насчитывается от 10 до 15 тысяч. Они вырастают из базальных телец, которые формируют сложную систему цитоскелета, включающую в себя посткинетодесмальные фибриллы и филаменты. В основании органелл образуются парасомальные мешочки, возникающие вследствие впячивания наружной мембраны.
Ресничек у инфузории насчитывается от 10 до 15 тысяч
Между плотно расположенными инфузорными ресничками ещё остаётся место для 5−8 тысяч органоидов защиты, называемых трихоцистами. Они представляют собой одну из разновидностей секреторных пузырьков, выталкиваемых инфузорией в процессе экзоцитоза. Выглядят они как тела с наконечником, поперечно исчерченные через каждые 7 нм, располагаются в мембранных мешочках. Защитная функция проявляется в моментальном удлинении и выстреливании в случае опасности. Однако некоторые представители инфузорий лишены таких органелл и при этом вполне жизнеспособны.
Изгибая тело, инфузория может поменять направление. При неожиданном столкновении с препятствием она резко подастся назад, так как в её мембране резко уменьшится разность потенциалов, и внутрь проникнут ионы кальция. Затем туфелька будет в течение некоторого времени совершать движения вперёд и обратно, за время которых кальций выйдет из клетки, и вскоре продолжит путь по изначальной траектории.
Органы, обеспечивающие питание
Рот туфельки выглядит как углубление на теле, переходящее в клеточную глотку. Вокруг ротового отверстия расположены сложные структуры, сформированные из цилий. Питается инфузория-туфелька в основном водорослями, бактериями и другими мелкими одноклеточными организмами, которых находит по выделяемым ими химическим веществам. Волосковидные структуры вокруг рта загоняют добычу в глотку вместе с потоком воды.
Рот инфузории выглядит как углубление на теле
Далее еда поступает в пищеварительную вакуоль, образованную в процессе фагоцитоза, и под действием цитоплазматического потока перемещается в задний конец клетки, возвращается к передней части и снова уходит назад. Вакуоль сливается с лизосомами, что сопровождается возникновением кислотной среды, которая постепенно сдвигается в сторону слабощелочной.
Фагосома мигрирует и увеличивает скорость всасывания путём отделения мелких мембранных пузырьков. Всё, что не может быть переварено, выбрасывается через порошицу, лишённую развитой цитоплазмы. Переваренные продукты рассредоточиваются по межклеточному пространству и используются для осуществления жизнедеятельности.
Интересно, что обилие пищи влияет на то, сколько живёт инфузория-туфелька. Продолжительность жизни составляет всего несколько дней при избыточном питании и несколько месяцев (иногда до года) при скудном рационе.
Сократительные вакуоли
Сократительные вакуоли расположены на передней и задней частях клеток. Каждая из них состоит из резервуара, открывающегося наружу порой, и отходящих радиальных каналов, окружённых множеством тонких трубочек, перекачивающих жидкость из цитоплазмы. Всю хрупкую систему удерживает цитоскелет.
Основная функция этих внутренних органоидов — осморегуляция. Диффузия молекул воды внутрь клетки приводит к избытку жидкости, который и выводится вакуолями. Приводящие каналы откачивают воду в резервуар, который затем сокращается и отделяется от трубок, через пору выбрасывая воду за пределы клетки. Две вакуоли работают попеременно, каждая сокращается по 10−25 секунд в зависимости от температуры окружающей среды. Спустя час выброшенный объём жидкости приравнивается к объёму самой клетки.
Процесс размножения
Инфузория-туфелька размножается бесполым способом, который заключается в поперченном делении и сопровождается сложными процессами регенерации. Так как из единой особи получается две, каждой из новых туфелек достаётся по одной сократительной вакуоли, и они вынуждены достраивать недостающую самостоятельно. Клеточный рот достаётся только одной инфузории, а второй в это время приходится образовывать ротовое отверстие с необходимыми структурами вокруг него. Базальные тельца и новые реснички каждая представительница формирует самостоятельно.
Инфузориям свойственен и половой процесс, называемый конъюгацией, он заключается в переносе ядер между клетками партнёров. В процессе принимают участие туфельки, образованные делением разных материнских клеток. Они склеиваются ротовыми полостями, в результате чего образуется цитоплазматический мостик.
Инфузории могут размножаться как бесполым, так и половым способом
В это время у каждой особи разрушаются большие ядра, а малые делятся, вдвое уменьшая при этом количество хромосом. В результате получается 4 ядра, 3 из которых разрушаются. Оставшееся делится на два генетически идентичных ядра, и у каждого партнёра образуются мужской и женский пронуклеусы. Женские ядра остаются каждое в своей клетке, а мужскими инфузории обмениваются. При обмене происходит слияние женского и мужского пронуклеусов и образуется новое ядро, делящееся ещё на два. Они и становятся новыми большим и малым ядрами.
Возможности изучения
Рассказ про инфузорию-туфельку можно услышать ещё в школе, но как именно исследователи изучали крохотный организм, знают не все. На самом деле в наблюдении за ним нет ничего сложно, кроме того, размер в десятые миллиметра является довольно большим для простейших. Всё это означает, что исследования можно провести даже в домашних условиях, но сначала для этого нужно развести культуру инфузорий.
Поскольку туфельки присутствуют во всех водоёмах, вода берётся из этих источников. Для чистоты эксперимента нужно взять три стеклянные ёмкости и в одну из них положить разлагающиеся веточки и листья, в другую — живые растения, в третью — ил со дна. Все материалы берутся из водоёма, оттуда же добывается и жидкость и заливается в банки.
Если при этом видны веретеновидные тела, перемещающиеся быстро и плавно и вращающиеся вокруг своей оси, значит, получилось развести туфелек. Если в капле присутствует кусочек зелени или бактериальная плёнка, сразу множество инфузорий будет скапливаться вокруг пищи.
Для ускорения процесса размножения инфузорий нужно поместить их в благоприятную среду
Отделить туфелек от других животных несложно. Обычно они двигаются намного быстрее остальных организмов, этим и нужно воспользоваться. Для этого каплю, в которой есть несколько типов существ, помещают на стекло и ставят в хорошо освещённое место. Рядом с ней приливают небольшое количество свежей воды и проводят зубочисткой линию от одной жидкости к другой так, чтобы получился тонкий водяной мостик, соединяющий две среды. Инфузории быстро пройдут расстояние и окажутся в новой капле.
Бывает, что не удаётся рассмотреть ничего живого в воде, в таком случае можно добавить в ёмкость несколько капель кипячёного молока и подождать ещё два дня. Спустя это время можно ещё раз попытаться изучить развившиеся организмы.
Разведённые таким образом организмы могут использоваться для наблюдения за ними в исследовательских целях либо приносить практическую пользу. Поскольку инфузории — естественные санитары пресных вод, они могут дезинфицировать жидкость в аквариумах с рыбами, а также служить кормом для мальков.
Таким образом, инфузории-туфельки — это удивительные организмы, обладающие уникальными особенностями (например, половым процессом без размножения), они могут быть изучены даже в домашних условиях.
Инфузория туфелька чем опасна
Влияние различных факторов на жизнедеятельность инфузории-туфельки
Автор работы награжден дипломом победителя II степени
Цель: изучить особенности жизнедеятельности инфузории-туфельки в различных условиях.
1. Провести анализ литературных источников об особенностях строения и жизнедеятельности инфузории-туфельки;
2. Познакомиться с различными методиками выращивания инфузории-туфельки в условиях школьной лаборатории;
3. Спланировать и провести эксперименты с инфузориями, выявляющими воздействие различных факторов на их жизнедеятельность;
4. Объединить полученные данные исследований, сделать выводы;
5. Предложить рекомендации по использованию проекта в дальнейшем.
Объект исследования: инфузория-туфелька.
Материалы и методы исследования: культура инфузории-туфельки, сбор луговых трав, сухая банановая кожура, яблочная кожура, молоко, гранулы сухого корма для рыб, предметные и покровные стекла, микроскоп, лупа, пробирки, пипетка, настольная лампа, комнатный термометр, миллиметровая бумага, светонепроницаемая бумага, поваренная соль, сахар, лимонный сок, раствор уксусной кислоты, индикаторные полоски, капля средства для мытья посуды, пластиковые пробирки, центрифуга. Методы исследования: наблюдение, экспериментирование, анализ полученных данных.
2.1. Обзор литературы
2.2. Проведение собственных исследований.
1. Получение чистой культуры.
Культуру инфузории-туфельки для исследований в лабораторных условиях можно получить различными способами:
1. Взять 0,5 л отстоянной в темноте в течение 2-3 дней водопроводной воды и смешать ее с таким же объемом воды из долго действующего аквариума.
2. Взять воду из близлежащего водоема (пруда, озера, канавы, лужи).
3. Использовать воду из вазы с цветами (лучше, если ее не меняли в течение 5-6 дней).
К сожалению, используя данные способы, нам не удалось обнаружить и развести культуру инфузорий. Поэтому для проведения экспериментов мы взяли чистую культуру у аквариумистов, которые разводят этих простейших для выкармливания мальков рыб.
2. Разведение инфузорий на различных питательных средах.
Для выявления пищевых предпочтений инфузорий-туфелек и сравнения скорости их разведения мы использовали различные питательные среды и методики:
1. Взяли сено «Сбор луговых трав», купленное в зоологическом магазине, положили около 100 гр. в кастрюлю и прокипятили в течение получаса. Полученную бурую жидкость налили в емкость объемом 200 мл, разбавив водой до цвета жидкого чая. Через 3-4 дня на поверхности настоя развилась пленка сенных бактерий, являющихся наилучшей пищей для инфузорий. В этот раствор мы добавили 1 мл. чистой культуры инфузорий.
2. В емкость с обычной водопроводной водой объемом 200 мл поместили кусочек высушенной банановой кожуры и 1 мл. культуры инфузорий.
3. В емкость с обычной водопроводной водой объемом 200 мл капнули 1-3 капли молока и добавили 1 мл. чистой культуры инфузорий.
4. В емкость с обычной водопроводной водой объемом 200 мл поместили несколько гранул сухого рыбьего корма и 1 мл. культуры инфузорий.
5. В емкость с обычной водопроводной водой объемом 200 мл поместили кусочек яблочной кожуры, добавили 1 мл. чистой культуры инфузорий.
6. В емкость с обычной водопроводной водой объемом 200 мл поместили 1 мл. чистой культуры инфузорий, не добавляя никаких питательных веществ.
3. Воздействие различных факторов на жизнедеятельность инфузорий.
Далее мы решили выяснить, как инфузории реагируют на химические раздражители (явление хемотаксиса) и на свет. Для определения влияния исследуемых веществ, мы наносили пипеткой на предметное стекло культуру инфузорий. Рассматривали характер движения инфузорий под микроскопом в естественной среде. Далее добавляли различные вещества и наблюдали за характером изменений одноклеточных. Засекали время, в течение которого наблюдалось прекращение движения, фиксировали изменения, происходящие в клетке инфузорий. Провели следующие опыты:
1. На предметное стекло поместили каплю культуры инфузорий-туфелек и рядом с ней нанесли каплю чистой воды. Обе капли соединили между собой водяным мостиком. Затем к капле с инфузориями с противоположной ее стороны придвинули несколько кристалликов поваренной соли. Соль, растворяясь в воде, начала действовать на инфузорий, которые устремились по водяному мостику в каплю с чистой водой. Через 7 минут все 6 инфузорий переплыли из одной капли в другую.
2. Подобный опыт провели с кристаллами сахара. Интересно, что сахар оказал более благоприятное воздействие, чем соль. Инфузории не переплывали очень долго и не все. В течение 15 минут в капле с сахаром так и остались плавать 3 из 6 инфузорий.
3. В каплю с инфузориями (5 шт.) мы капнули 1 каплю слабого раствора уксусной кислоты (столовый уксус, разбавленный в 2-3 раза водой). Инфузории погибли в течение 1 минуты. Аналогичная реакция была на кристаллы лимонной кислоты.
5. Для изучения реакции простейших на действие света мы поместили инфузорий-туфелек в стеклянную пробирку с пробкой. Половину пробирки обернули светонепроницаемой бумагой и поместили ее под искусственный источник света (настольная лампа с лампочкой 60-100 Вт). Через некоторое время все инфузории переместились из освещенной части пробирки в затененную. Таким образом, мы выяснили, что инфузории не любят яркий свет.
Наиболее интересные материалы представлены в фотоотчете проекта (Приложение № 1).
В результате проведенных экспериментов мы можем сделать следующие выводы:
1. Инфузория-туфелька является очень интересным объектом для наблюдения;
2. Оптимальной пищей для инфузории при разведении в лабораторных условиях являются сенные бактерии и бактерии, полученные при настаивании воды с банановой кожурой;
4. Инфузории отрицательно реагируют на такие химические раздражители, как соль. Менее активно проявляется их реакция на сахар;
5. Уксусная и лимонная кислота, средство для мытья посуды вызывают мгновенную гибель простейших;
6. Инфузории не любят яркий свет, предпочитая более затененные места;
7. Инфузория-туфелька проявляет большую устойчивость к воздействию ускорения.
Более сложное строение инфузории-туфельки по сравнению с другими простейшими, проявление раздражимости при воздействии различных факторов, быстрое размножение и неприхотливость к условиям содержания делает инфузорий удобным объектом при проведении многих исследований, например, в качестве индикатора токсичности воды, лекарств, пищи. В дальнейшем знания, полученные нами при проведении экспериментов, пригодятся для более подробного изучения биологии простейших.
4. Список использованной литературы и интернет-источников:
1. Юрьева Т., «Мир простейших».- Ростов-на-Дону: «Феникс», 1999г., 167 с.
2. Инфузория-туфелька [Электронный ресурс].-https://ru.wikipedia.org/wiki/
3. Реакции простейших на действие различных раздражителей [Электронный ресурс].- http://biologylib.ru/books/item/f00/s00/z0000028/st068.shtml
4. Значение инфузории-туфельки в природе [Электронный ресурс].- https://kratkoe.com/znachenie-infuzorii-tufelki/
Фотоотчет о проведении экспериментов
Инфузории-туфельки пали жертвой экологического неблагополучия
Свойства и качество воды зависят от состава и концентрации содержащихся в ней веществ.
Оценка качества воды водоемов и водотоков может быть проведена с использованием физико-химических и биологических методов. Биологические методы оценки — это характеристика состояния водной экосистемы по растительному и животному населению водоема.
Методы биоиндикации, позволяющие изучать влияние техногенных загрязнителей на растительные и животные организмы и неживую природу, являются наиболее доступными. Биоиндикация основана на тесной взаимосвязи живых организмов с условиями среды, в которой они обитают. Изменения этих условий, например повышение солености или рН воды, может привести к исчезновению определенных видов организмов, наиболее чувствительных к этим показателям и появлению других, для которых такая среда будет оптимальной. Различные виды живых существ показывают, чем загрязнена окружающая среда. Какой бы совершенной ни была современная аппаратура, она не может сравниться с ≪живыми приборами≫, реагирующими на те или иные изменения, отражающими воздействие всего комплекса факторов, включая сложные соединения различных ингредиентов.
Любая водная экосистема, находясь в равновесии с факторами внешней среды, имеет сложную систему подвижных биологических связей, которые нарушаются под воздействием антропогенных факторов. Прежде всего влияние антропогенных факторов, и в частности, загрязнения отражается на видовом составе водных сообществ и соотношении численности слагающих их видов. Биологический метод оценки состояния водоема позволяет решить задачи, разрешение которых с помощью гидрофизических и гидрохимических методов невозможно. Оценка степени загрязнения водоема по составу живых организмов позволяет быстро установить его санитарное состояние, определить степень и характер загрязнения и пути его распространения в водоеме, а также дать количественную характеристику протекания процессов естественного самоочищения.
Тест-объекты CHLORELLA VULGARIS BEIJER Классическим тест-объектом на загрязнители является одноклеточная зеленая водоросль хлорелла (Chlorella vulgaris Beij er). Ее преимущества для экспресс-анализа загрязнения агроценоза заключаются в коротком жизненном цикле и возможности проводить оценку по таким показателям, как пигментное секторирование, нарушение споруляции клеток и летальность.
Хлорелла — одноклеточная зеленая водоросль, встречается повсеместно — в почве, в составе фитопланктона рек, озер, прудов. Пигментная система водоросли чувствительна к присутствию токсикантов.
При наличии токсического загрязнения водоемов в пробе наблюдается угнетение роста водорослей. Загрязнение водоемов биогенными элементами вызывает стимуляцию роста хлореллы.
Метод, основанный на оценке численности живых особей и динамики ее фитомассы, дает в конечном счете представление о влиянии токсикантов на продолжительность жизни и плодовитость тестсистемы. Оценивается интенсивность роста биоиндикатора Ch.vulgaris в зависимости от концентрации токсиканта.
ПРОСТЕЙШИЕ PARAMECIUM CAUDATUM Инфузория-туфелька относится к подцарству простейших или одноклеточных животных (Protozoa), к многочисленному (свыше 7 тысяч видов) типу реснитчатых или инфузорий (Ciliopliora), к роду Para mecium, виду Paramecium caudatum.
Инфузория-туфелька широко распространена в природе.
Живет в пресных водоемах. По сравнению с другими группами простейших инфузории имеют наиболее сложное строение и отличаются разнообразием и сложностью функций.
Инфузория-туфелька — хорошо изученная лабораторная культура. Для нее определены оптимальные режимы выращивания и основные факторы, влияющие на скорость роста.
К таким факторам относятся в первую очередь количество и качество корма, температура, кислородный режим, рН среды, накопление продуктов метаболизма. Согласно литературным данным, лучшим кормом для Paramecium caudatum являются бактерии Bacillus subnhi, Aerobacter aerogenes, a также смесь бактерии и дрожжей Saccharomgces. Хорошие результаты получены при выращивании инфузории-туфелькина сухих пекарских дрожжах, лейкоцитарном масле.
Оптимальная температура для выращивания культуры Paramecium caudatum составляет 23–26 °C, оптимальный рН — 6.S–7,0. Кроме того, для нормальной жизнедеятель но сти культуре необходим кислород.
При выращивании в сосудах с большой поверхностью жидкости, например в чашках Петри или подобных емкостях, достаточно кислорода, поступающего через поверхность жидкости. При увеличении соотношения объема жидкости к ее поверхности ухудшается кислородный режим, культура без аэра ции развивается плохо.
На потребность культуры в кислороде влияют также температура выращивания и количество корма.
Метод анализа Метод биотестового анализа основан на способности инфузорий избегать неблагоприятных и опасных для жизнедеятельности зон и активно перемещаться по градиентам концентраций химических веществ в благоприятные зоны.
Метод позволяет оперативно определять острую токсичность водных проб и предназначен для контроля токсичности природных, сточных, питьевых вод, водных вытяжек из различных материалов и пищевых продуктов. Например, можно смотреть изменение подвижности за 15–30 мин; гибель отдельных клеток за 1–4 часа; снижение скорости размножения за 1–3 суток; гибель популяции за 4–30 суток. Гибель отдельных клеток — достаточно надежный показатель, но с его помощью невозможно выявить низкие концентрации токсикантов. Оценка скорости размножения — биотест с большей чувствительностью, по нему можно определять и небольшие концентрации вредных веществ.
Если сочетать все тесты, то результат получается надежный.
В большинстве методик биотестирования просто подсчитывают клетки до начала и в конце опыта.
Способность инфузории-туфельки воспринимать изменение разнообразных факторов среды и отвечать на них реакцией изменения подвижности, реакцией избегания обеспечивает организму большую вероятность выживания: организм может покинуть неблагоприятную зону или, наоборот, концентрироваться в зонах, благоприятных для жизни, например, в зонах скопления пищи.
Количество клеток инфузории-туфельки, переместившихся вдоль градиента концентрации химических веществ (хемотаксис), зависит как от природы вещества, так и от его концентрации, поэтому хемотаксис может служить количественной характеристикой степени воздействия неблагоприятных факторов на тест-объект, т. е. быть тестреакцией. Хемотаксическая реакция относится к поведенческим реакциям, которые более чувствительны и быстры, чем реакции биохимические и физиологические. Поэтому хемотаксис инфузории-туфельки к токсикантам может быть использован в биотестовом экспресс-анализе.
Методика работы Тест 1. Определение токсичности по изменению оптической плотности микроводорослей Ch. vulgaris.
Оптическая плотность (D) характеризует прозрачность раствора. Чем меньше водорослей, тем раствор прозрачнее, чем больше, тем мутнее.
Мы взяли пять образцов: Образец 1: чистая дистиллированная вода (контроль).
Образец 2: вода из первого стокового пруда Лебедянских прудов.
Образец 3: вода из лужи с тропинки рядом с въездом машин в школу.
Образец 4: вода из аквариума.
Образец 5: вода из лужи.
Молодую культуру водорослей мы заранее подготовили.
За 3 дня мы поместили водоросли в культиватор, создали в нем определенную температуру, световой режим и аэрацию. Через 3 дня хлорелла вышла на стадию активного деления и роста.
Эксперимент проводится на определенном количестве клеток, которые отражает оптическая плотность 0,125+0,005.
Плотность измеряется измерительным прибором ИПС-03.
Для эксперимента мы культуру профильтровали, отделив пену. Пена — это мертвые микроорганизмы. Для того чтобы довести культуру до D=0,125, нужно ее разбавить питательной средой. Образцы и контроль мы разлили в пенициллиновые флаконы (по 3 повтора для каждого образца).
К каждому образцу добавили 1 мл рабочей культуры водорослей и закрыли флаконы крышками с отверстием.
Далее мы пронумеровали образцы и поместили на 22 часа в барабан для выращивания в оптимальных для хлореллы условиях.
Тест 2. Определение токсичности водоема по изменению численности простейших Paramecium Caudatum (инфузории-туфельки).
Культуру инфузорий выращивают в термостатах при температуре 25 °С, кормят дрожжами. Для анализа берем 2,4 мл раствора. Из образца в каждую ячейку приливаем 0,6 мл. В капле под бинокулярным микроскопом подсчитать количество живых клеток.
Эксперимент проводят в планшетах, в 4 ячейках. Вносим культуру, затем приливаем раствор.
Биодиагностика водоемов Биодиагностика — это методы определения параметров природных объектов с помощью живых организмов, позволяющие выявить причины или факторы изменения состояния среды на основе видов — биоиндикаторов с узко специфичными реакциями и отношениями.
Методы биодиагностики делятся на две группы:
1. Биоиндикация — это методы диагностики, проводимые на объектах, находящихся в образцах, отобранных в естественных условиях. Это способ оценки антропогенной нагрузки по реакции на нее живых организмов и их сообществ.
2. Биотестирование — это измерение параметров на живых организмах, которые разводятся в лабораторных условиях. В этом случае используются в контролируемых условиях биологические объекты (тест-объекты) для выявления и оценки действия факторов (в том числе и токсических) окружающей среды на организм, его отдельную функцию или систему организмов.
Методы биоиндикации Физико-химические измерения позволяют оценить качество воды только на данный момент, так как результаты измерений верны только по отношению к определенному времени. Для получения достоверных результатов анализ следует проводить как можно быстрее, так как химический состав водоемов и физические характеристики очень сильно варьируют в зависимости от места сбора, погодных условий и времени года.
Присутствие индикаторных видов растений или животных позволяет более глубоко судить о качестве воды в водоеме.
Одним из основных объектов биоиндикации является планктон. Планктон — совокупность живых обитателей водоема, не способных активно передвигаться или медленно передвигающихся, но не противостоящих токам воды.
Фитопланктон — совокупность растительных организмов водоема, неспособных активно передвигаться, — важнейший компонент вод ных систем, активно участвует в формировании качества воды и является чутким показателем состояния водных экосистем и водоема в целом.
Подчеркивая всю важность биоиндикационных методов исследования, необходимо отметить, что биоиндикация предусматривает выявление уже состоявшегося или происходящего загрязнения окружающей среды по функциональным характеристикам особей и экологическим характеристикам сообществ организмов. Постепенные же изменения видового состава формируются в результате длительного отравления водоема, и явными они становятся в случае далеко идущих изменений.
Таким образом, видовой состав живых организмов из загрязняемого водоема служит итоговой характеристикой токсикологических свойств водной среды за некоторый промежуток времени и не дает ее оценки на момент исследования.
При сбросе в водоем токсических веществ, содержащихся в промышленных сточных водах, происходит угнетение и обеднение фитопланктона.
При обогащении водоемов биогенными веществами, содержащимися, например, в бытовых стоках, значительно повышается продуктивность фитопланктона. При перегрузке водоемов биогенами возникает бурное развитие планктонных водорослей, окрашивающих воду в зеленый, сине-зеленый, золотистый, бурый или красный цвета (≪цветение≫ воды). ≪Цветение≫ воды наступает при наличии благоприятных внешних условий для развития одного, редко двухтрех видов. При разложении избыточной биомассы выделяется сероводород или другие токсичные вещества. Это может приводить к гибели зооценозов водоема и делает воду непригодной для питья.
Многие планктонные водоросли в процессе жизнедеятельности нередко выделяют токсичные вещества. Увеличение в водоемах содержания биогенных веществ в результате хозяйственной деятельности человека, сопровождаемое чрезмерным развитием фитопланктона, называют антропогенным эвтрофированием водоемов.
Каждая группа организмов в качестве биологического индикатора имеет свои преимущества и недостатки, которые определяют границы ее использования при решении задач биоиндикации.
Водорослям принадлежит ведущая роль в индикации изменения качества воды в результате эвтрофирования (заболачивания) водоема.
Зоопланктон также достаточно показателен как индикатор эвтрофирования и загрязнения (в частности, органического и нитратного) вод. Кроме этого, среди зоопланктона встречаются и представители патогенной фауны, ограничивающей использование водного объекта в целях водоснабжения.
Простейшие являются высокочувствительными индикаторами сапробного состояния водоемов. Сапробными (от греческого слова ≪сапрос≫ —гнилой) называют водоемы, загрязненные органическими стоками.
Зообентос —совокупность животных, обитающих на дне и в придонных слоях воды, служит хорошим индикатором загрязнения донных отложений и придонного слоя воды. Наиболее достоверными индикаторами среди них служат легочные моллюски, особенно катушки и речные чашечки.
Положительные результаты дает также оценка качества воды по личинкам насекомых.
Свободно живущие личинки ручейников, а также поденок являются наиболее чувствительными организмами.
Значение макрофитов (высшая водная растительность) наиболее существенно при предварительном гидробиологическом осмотре водных объектов. При загрязнении водоемов изменяется видовой состав, биомасса и продукция макрофитов, возникают морфологические аномалии, происходит смена доминантных видов, обусловливающих особенности ценоза. Данные по ихтиофауне важны при оценке состояния водного объекта в целом и особенно при определении допустимых уровней загрязнения водных объектов, имеющих рыбохозяйственное значение.
В ыв од ы На основании проделанных исследований можно сделать следующие выводы. Тест на определение оптической плотности культуры хлореллы показал, что лужи и Лебедянский пруд содержат большое количество органических загрязнителей. Гиперактивность хлореллы —это тоже показатель токсичности. Значит, в воде имеется повышенное содержание веществ —соединений фосфора и азота. Откуда же в водоемах берутся в таких количествах фосфор и другие биогенные элементы? Из плохо очищенных стоков, особенно коммунально-бытовых — фосфаты входят в состав многих моющих средств.
В лужах в первую очередь это разлитый бензин, продукты, образующиеся при разложении разных видов мусора. Лебедянский пруд расположен ниже уровня дороги, рядом с Большим Купавенским проездом, по которому проезжает большое количество автомобильного транспорта.
Вода смывает разлитый бензин с дорог в пруд, туда же стекают стоки практически со всего района Южное Измайлово. Таким образом, органические остатки фосфаты и азот, содержащийся в антигололедных реагентах на основе ацетата аммония, стимулируют развитие хлореллы.
В аквариуме мало кислорода или есть вещества, токсичные для водоросли хлореллы.
Инфузории-туфельки погибли в пробе воды из лужи и аквариума. Вероятно, вода в лужах содержит избыток солей.
Вода в лужах всегда мутная.
Мутность воды может быть вызвана самыми разнообразными причинами —присутствием карбонатов, гидроксидов алюминия, высокомолекулярных органических примесей гумусового происхождения, появлением фитои изопланктона, а также окислением соединений железа и марганца кислородом воздуха. В лужах могут содержаться соединения кремния, свинца, мышьяка, натрия, цинка, сульфаты, хлориды, нитраты, органические соединения.
В хозяйственно-бытовых стоках определяют содержание жиров, эфироизвлекаемых веществ, общего фосфора и т. д.
Эти вещества, находясь на земной поверхности, растворяются и смешиваются с дождевой и талыми водами. На поверхность они могут попадать при строительстве зданий и площадок, из выхлопных труб машин, из промышленных и бытовых стоков.
Авторы: Юшкевич Алексей, 7 «Б»; Тевосян Артур, 7 «Б»; Лемани Полин, 9 «Б»
Руководители работы: кандидат биологических наук, учитель биологии Чернышова Ю. Н.; учитель биологии Алексеева Ю. Ю.; учитель географии Казакова К. С.
Авторы и руководители работы выражают благодарность преподавателю кафедры экологии Сельскохозяйственной академии имени К. А. Тимирязева Тимофееву Михаилу за предоставленную возможность проведения лабораторных исследований и помощь в работе.
Цель работы: изучение методики определения токсичности воды с помощью живых организмов с целью определения состояния водоемов Терлецкого и Измайловского лесопарков.
Задачи работы: определить токсичность 5 образцов воды, взятых в разных природных объектах посредством изменения оптической плотности воды, содержащей культуру хлореллы. Определить токсичность 5 образцов воды по изменению численности простейших — инфузории-туфельки. Применить полученные результаты для определения состояния водоемов Терлецкого и Измайловского лесопарков.